Produktion des rekombinanten, menschlichen Wachstumshormons aus CHO-Zellen im 2 Liter Perfusionsbioreaktor mit Plattensedimenter
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Inhaltsangabe:Einleitung: Unter Biotechnologie versteht man unter anderem die Herstellung von Lebensmitteln (z.B. Brot, Käse, Bier und Wein) oder Medikamenten (z.B. Antibiotika, rekombinante Proteine) aus biologischen Systemen im industriellen Maßstab. Ein Teil der Biotechnologie wird als rote oder auch pharmazeutische Biotechnologie ... Inhaltsangabe:Einleitung: Unter Biotechnologie versteht man unter anderem die Herstellung von Lebensmitteln (z.B. Brot, Käse, Bier und Wein) oder Medikamenten (z.B. Antibiotika, rekombinante Proteine) aus biologischen Systemen im industriellen Maßstab. Ein Teil der Biotechnologie wird als rote oder auch pharmazeutische Biotechnologie bezeichnet. Hierbei werden Medikamente wie z.B. Interleukine, Interferone, Erythropoietin, t-PA (tissue-plasminogen activator) oder monoklonale Antikörper in Prokaryoten und niederen Eukaryoten sowie in tierischen Zellen produziert. Ein Nachteil der Expression von Proteinen in Bakterien oder Hefen ist, dass sie keine oder keine korrekten, posttranslationalen Modifikationen wie Glykosylierungen oder Phosphorylierungen durchführen. Manche Proteine benötigen jedoch das Anhängen von Zuckerseitenketten, um ihre biologische Wirkung zu entfalten. Deshalb werden Säugetierzellen zur Herstellung von rekombinanten Proteinen eingesetzt, die diese, den Menschen annähernd gleichen, posttranslationalen Modifikationen, durchführen. Ein weiteren Grund für den Einsatz von tierischen Zellen zur Proteinherstellung ist, dass sie das Protein biologisch aktiv ins Nährmedium ausschleusen. Das Ziel dieser Arbeit war es, das rekombinante, humane Wachstumshormon aus CHO-Zellen (chinese hamster ovary-Zellen) herzustellen. Bis auf einen Prozess der Firma Ares-Serono Pharma (Schweiz), wo das Protein in der adhärent wachsenden Maustumorzelllinie C127 produziert wird, erfolgt die Herstellung des menschlichen Wachstumsfaktors industriell bis heute in E. coli-Zellen. Diese besitzen eine kürzere Verdopplungszeit als Säugetierzellen, sezernieren den menschlichen Wachstumsfaktor jedoch nur ins Periplasma, wo er in Form von Einschlusskörperchen vorliegt. In kostspieligen und zeitaufwendigen Aufarbeitungsschritten müssen die Zellen nach der Fermentation aufgeschlossen und das Protein de- sowie renaturiert werden. Hierbei entstehen große Produktverluste. Als Fermentationsbetriebsweise wurde ein Perfusionsprozess mit einem 2 Liter Bioreaktor gewählt. Es sollte ein Laborprozess etabliert werden, mit dem eine deutlich höhere Produktkonzentration hergestellt werden konnte, als in T-Flaschen, Spinnern, Superspinnern oder Bioreaktorsatzprozessen möglich war. Als Zellrückhaltungsgerät wurde dabei ein Plattensedimenter (englisch: inclined settler) verwendet. Inhaltsverzeichnis:Inhaltsverzeichnis: 1.Einleitung und Zielsetzung1 2.Theoretischer [], 31.03.2011, PDF.

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Produktion des rekombinanten, menschlichen Wachstumshormons aus CHO-Zellen im 2 Liter Perfusionsbioreaktor mit Plattensedimenter: Inhaltsangabe:Einleitung: Unter Biotechnologie versteht man unter anderem die Herstellung von Lebensmitteln (z.B. Brot, Käse, Bier und Wein) oder Medikamenten (z.B. Antibiotika, rekombinante Proteine) aus biologischen Systemen im industriellen Maßstab. Ein Teil der Biotechnologie wird als rote oder auch pharmazeutische Biotechnologie bezeichnet. Hierbei werden Medikamente wie z.B. Interleukine, Interferone, Erythropoietin, t-PA (tissue-plasminogen activator) oder monoklonale Antikörper in Prokaryoten und niederen Eukaryoten sowie in tierischen Zellen produziert. Ein Nachteil der Expression von Proteinen in Bakterien oder Hefen ist, dass sie keine oder keine korrekten, posttranslationalen Modifikationen wie Glykosylierungen oder Phosphorylierungen durchführen. Manche Proteine benötigen jedoch das Anhängen von Zuckerseitenketten, um ihre biologische Wirkung zu entfalten. Deshalb werden Säugetierzellen zur Herstellung von rekombinanten Proteinen eingesetzt, die diese, den Menschen annähernd gleichen, posttranslationalen Modifikationen, durchführen. Ein weiteren Grund für den Einsatz von tierischen Zellen zur Proteinherstellung ist, dass sie das Protein biologisch aktiv ins Nährmedium ausschleusen. Das Ziel dieser Arbeit war es, das rekombinante, humane Wachstumshormon aus CHO-Zellen (chinese hamster ovary-Zellen) herzustellen. Bis auf einen Prozess der Firma Ares-Serono Pharma (Schweiz), wo das Protein in der adhärent wachsenden Maustumorzelllinie C127 produziert wird, erfolgt die Herstellung des menschlichen Wachstumsfaktors industriell bis heute in E. coli-Zellen. Diese besitzen eine kürzere Verdopplungszeit als Säugetierzellen, sezernieren den menschlichen Wachstumsfaktor jedoch nur ins Periplasma, wo er in Form von Einschlusskörperchen vorliegt. In kostspieligen und zeitaufwendigen Aufarbeitungsschritten müssen die Zellen nach der Fermentation aufgeschlossen und das Protein de- sowie renaturiert werden. Hierbei entstehen große Produktverluste. Als Fermentationsbetriebsweise wurde ein Perfusionsprozess mit einem 2 Liter Bioreaktor gewählt. Es sollte ein Laborprozess etabliert werden, mit dem eine deutlich höhere Produktkonzentration hergestellt werden konnte, als in T-Flaschen, Spinnern, Superspinnern oder Bioreaktorsatzprozessen möglich war. Als Zellrückhaltungsgerät wurde dabei ein Plattensedimenter (englisch: inclined settler) verwendet.Inhaltsverzeichnis:Inhaltsverzeichnis: 1.Einleitung und Zielsetzung1 2.Theoretischer Hintergrund2 2.1Das menschliche Wachstumshormon2 2.2Einsatzgebiete des menschlichen Wachstumshormons5 2.3Allgemeine Grundlagen des Perfusionsprozesses9 2.4Der Plattensedimenter als Zellrückhaltungsgerät10 3.Material und Methoden13 3.1Die Zelllinie13 3.2Die Zellkulturmedien14 3.3Vorgehensweise14 3.4Die Kultivierungsysteme15 3.4.1Die T-Flaschen15 3.4.2Die Spinner15 3.4.3Der Superspinner15 3.4.4Der 2 Liter Satzbioreaktor16 3.4.5Der 2 Liter Perfusionsbioreaktor mit Plattensedimenter17 3.4.5.1Der Aufbau des Perfusionsbioreaktors17 3.4.5.2Kinetiken des Perfusionsprozesses21 3.5Fermentationsanalytik24 3.5.1Bestimmung der Lebendzelldichte und der Viabilität24 3.5.2Bestimmung der Glucose- und Lactatkonzentration25 3.5.3Bestimmung der Ammoniumkonzentration25 3.5.4Bestimmung der externen Aminosäurekonzentration26 3.5.5Bestimmung der Produktkonzentration26 3.6Kryokonservierung27 4.Ergebnisse und Diskussion28 4.1Die Vorversuche in T-Flaschen und Spinnern28 4.2Die Kultivierung im Superspinner28 4.3Die wiederholte Satzkultivierung im 2 Liter Bioreaktor29 4.3.1Wachstum und Produktbildung in der wiederholten Satzkultivierung29 4.3.2Substratverbrauch in der wiederholten Satzkultivierung32 4.3.3Nebenproduktbildung in der wiederholten Satzkultivierung34 4.3.4Aminosäurekonzentrationen und spezifische Aminosäureverbrauchsraten in der wiederholten Satzkultivierung36 4.3.5Diskussion der wiederholten Satzkultivierung38 4.4Die Perfusionskultivierungen39 4.4.1Die erste Perfusionskultivierung39 4.4.1.1Wachstum in der ersten Perfusionskultivierung39 4.4.1.2Produktbildung in der ersten Perfusionskultivierung43 4.4.1.3Zellrückhaltung und Aggregatbildung in der ersten Perfusionskultivierung45 4.4.1.4Substratverbrauch in der ersten Perfusionskultivierung46 4.4.1.5Nebenproduktbildung in der ersten Perfusionskultivierung48 4.4.1.6Aminosäurekonzentrationen sowie spezifische Aminosäureverbrauchsraten in der ersten Perfusionskultivierung50 4.4.1.7Diskussion der ersten Perfusionskultivierung52 4.4.2Die zweite Perfusionskultivierung53 4.4.2.1Wachstum in der zweiten Perfusionskultivierung53 4.4.2.2Produktbildung in der zweiten Perfusionskultivierung56 4.4.2.3Zellrückhaltung und Aggregatbildung in der zweiten Perfusions-kultivierung58 4.4.2.4Substratverbrauch in der zweiten Perfusionskultivierung59 4.4.2.5Nebenproduktbildung in der zweiten Perfusionskultivierung61 4.4.2.6Aminosäurekonzentrationen sowie spezifische Aminosäureverbrauchsraten in der zweiten Perfusionskultivierung63 4.4.2.7Diskussion der zweiten Perfusionskultivierung65 4.4.3Die dritte Perfusionskultivierung66 4.4.3.1Wachstum in der dritten Perfusionskultivierung66 4.4.3.2Produktbildung in der dritten Perfusionskultivierung69 4.4.3.3Zellrückhaltung und Aggregatbildung in der dritten Perfusionskultivierung71 4.4.3.4Substratverbrauch in der dritten Perfusionskultivierung72 4.4.3.5Nebenproduktbildung in der dritten Perfusionskultivierung74 4.4.3.6Aminosäurekonzentrationen sowie spezifische Aminosäureverbrauchsraten in der dritten Perfusionskultivierung76 4.4.3.7Diskussion der dritten Perfusionskultivierung78 4.5Vergleich der Bioreaktorkultivierungen79 5Zusammenfassung und Ausblick82 6.Anhang85 6.1Literaturverzeichnis85 6.2Abkürzungsverzeichnis90 6.3Verzeichnis der Symbole und Indizes91 6.4Abbildungsverzeichnis93Textprobe:Textprobe: Kapitel 3.2, Die Zellkulturmedien: Für die T-Flaschen-, Spinner-, Superspinner- und Satzkultivierungen wurden unter anderem die Flüssigmedien ProCHO 4 und ProCHO 5 (Cambrex, Baltimore, USA) benutzt. Diese Medien sind bis auf Insulin, bei dessen Herstellung tierische Substanzen verwendet werden, frei von ani-malischen Komponenten. Sie sind chemisch nicht definiert, da sie Sojahydrolysat enthalten und weisen Glucosekonzentrationen von 22,2 mM (ProCHO 4) und 45,5 mM (ProCHO 5) auf. Die Fermentationsmedien wurden vor Gebrauch auf eine Glutaminkonzentration von 4 mM eingestellt. Für die Superspinner und Satzkultivierungen wurde weiterhin das Medium MAM-PF 2 (Amimed AG, Basel, Schweiz) im Verhältnis MAM-PF 2 : ProCHO = 21:1 eingesetzt. MAM-PF 2 ist ein proteinfreies Medium und enthält in etwa viermal so hohe Aminosäurekonzentrationen wie herkömmliches DMEM/F12-Medium. Es hat ferner eine Glucosekonzentration von 24,0 mM und enthält 0,1% Pluronic F68. Das Medium wurde ebenfalls vor Gebrauch auf eine Glutamin-konzentration von 4 mM eingestellt. In den Vorkulturen, also T-Flaschen, Spinnern und Superspinnern, wurde ferner Methotrexat in einer Konzentration von 1,0 µM zur Stabilisierung der hGH-Genkassette eingesetzt. Für die Perfusionskulturen wurde eine Mediummischung von MAM-PF 2 und ProCHO im Verhältnis 11:1, 21:1 bzw. 41:1 eingesetzt, die auf 4 mM Glutamin eingestellt war. 3.3, Vorgehensweise: Nach Erhalt des Kryoröhrchens und der mit Zellsuspension gefüllten T25-Flasche wurden die Zellen in weiteren T25-, T75 und T175-Flaschen passagiert und hierbei verschiedene Medien getestet. Daraufhin wurden die Kultivierungen in ungeregelten, gerührten Systemen, den Spinnern und Superspinnern durchgeführt und ebenfalls mehrere Medien ausprobiert. Danach wurden Versuche im 2 Liter Satzbioreaktor und im 2 Liter Perfusionsbioreaktor gefahren, wobei im 2 Liter Satzbioreaktor ebenfalls unterschiedliche Nährmedien getestet wurden. 3.4, Die Kultivierungsysteme: 3.4.1, Die T-Flaschen: Zur Vorkulturführung wurden die Zellen in T25,- T75- und T175-Flaschen kultiviert. In den T25-Flaschen wurde neben dem ProCHO 4-Medium auch reines MAM-PF 2-Medium und DMEM/F12-Medium getestet. Die Zellen wurden mit einer Zelldichte von 2,0-2,5\*105 Zellen/mL eingesät und nach einer Kultivierungszeit von 5 bis 6 Tagen bei einer durchschnittlichen Zelldichte von 1,0-1,4\*106 Zellen/mL passagiert. 3.4.2, Die Spinner: Zu Beginn der Arbeit wurden für die Kultivierungen Spinner (Techne Corporation, Minneapolis, USA Schott AG, Jena Integra Biosciences, Chur, Schweiz) mit einem Arbeitsvolumen von 60 und 125 mL und einem Füllvolumen von 250 und 500 mL eingesetzt. Die Spinner besaßen Stab- sowie Paddelrührer und wurden mit einer Drehzahl von 50 Upm gerührt. Es wurden in den Spinnern das Medium ProCHO 4 getestet. 3.4.3, Der Superspinner: Für die Vorkultur der Bioreaktorversuche wurden 0,5 Liter Superspinner verwendet (Abb. 8). Das Arbeitsvolumen hierbei betrug 500 mL. Der Superspinner ist ein Kultivierungssytem [Lehmann et al., 1992], mit dem größere Volumina als mit herkömmlichen Spinnern aufgrund der Volumenbegasung eingesetzt werden können. Die Besonderheit des Superspinners ist seine blasenfreie Membranbegasung. Hierbei wird eine Silikonmembran aus Accurel auf ein Gestänge gewickelt, in dem sich ein Magnet befindet. Nach Positionierung des Superspinners auf einem Magnetrührer rotiert der Taumelrührer im Kulturgefäß und ermöglicht somit eine Durchmischung und blasenfreie Begasung der Kulturbrühe. Der Superspinner ist an eine Gasversorgung angeschlossen und wird mit 5% CO2 begast. Er wird in einem Brutraum bei einer Temperatur von 37 °C betrieben. Ebook.

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Inhaltsangabe:Einleitung: Unter Biotechnologie versteht man unter anderem die Herstellung von Lebensmitteln (z.B. Brot, Käse, Bier und Wein) oder Medikamenten (z.B. Antibiotika, rekombinante Proteine) aus biologischen Systemen im industriellen Maßstab. Ein Teil der Biotechnologie wird als rote oder auch pharmazeutische Biotechnologie bezeichnet. Hierbei werden Medikamente wie z.B. Interleukine, Interferone, Erythropoietin, t-PA (tissue-plasminogen activator) oder monoklonale Antikörper in Prokaryoten und niederen Eukaryoten sowie in tierischen Zellen produziert. Ein Nachteil der Expression von Proteinen in Bakterien oder Hefen ist, dass sie keine oder keine korrekten, posttranslationalen Modifikationen wie Glykosylierungen oder Phosphorylierungen durchführen. Manche Proteine benötigen jedoch das Anhängen von Zuckerseitenketten, um ihre biologische Wirkung zu entfalten. Deshalb werden Säugetierzellen zur Herstellung von rekombinanten Proteinen eingesetzt, die diese, den Menschen annähernd gleichen, posttranslationalen Modifikationen, durchführen. Ein weiteren Grund für den Einsatz von tierischen Zellen zur Proteinherstellung ist, dass sie das Protein biologisch aktiv ins Nährmedium ausschleusen. Das Ziel dieser Arbeit war es, das rekombinante, humane Wachstumshormon aus CHO-Zellen (chinese hamster ovary-Zellen) herzustellen. Bis auf einen Prozess der Firma Ares-Serono Pharma (Schweiz), wo das Protein in der adhärent wachsenden Maustumorzelllinie C127 produziert wird, erfolgt die Herstellung des menschlichen Wachstumsfaktors industriell bis heute in E. coli-Zellen. Diese besitzen eine kürzere Verdopplungszeit als Säugetierzellen, sezernieren den menschlichen Wachstumsfaktor jedoch nur ins Periplasma, wo er in Form von Einschlusskörperchen vorliegt. In kostspieligen und zeitaufwendigen Aufarbeitungsschritten müssen die Zellen nach der Fermentation aufgeschlossen und das Protein de- sowie renaturiert werden. Hierbei entstehen große Produktverluste. Als Fermentationsbetriebsweise wurde ein Perfusionsprozess mit einem 2 Liter Bioreaktor gewählt. Es sollte ein Laborprozess etabliert werden, mit dem eine deutlich höhere Produktkonzentration hergestellt werden konnte, als in T-Flaschen, Spinnern, Superspinnern oder Bioreaktorsatzprozessen möglich war. Als Zellrückhaltungsgerät wurde dabei ein Plattensedimenter (englisch: inclined settler) verwendet. Inhaltsverzeichnis:Inhaltsverzeichnis: 1.Einleitung und Zielsetzung1 2.Theoretischer [...], PDF, 31.03.2011.

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Inhaltsangabe:Einleitung: Unter Biotechnologie versteht man unter anderem die Herstellung von Lebensmitteln (z.B. Brot, Käse, Bier und Wein) oder Medikamenten (z.B. Antibiotika, rekombinante Proteine) aus biologischen Systemen im industriellen Massstab. Ein Teil der Biotechnologie wird als rote oder auch pharmazeutische Biotechnologie ... Inhaltsangabe:Einleitung: Unter Biotechnologie versteht man unter anderem die Herstellung von Lebensmitteln (z.B. Brot, Käse, Bier und Wein) oder Medikamenten (z.B. Antibiotika, rekombinante Proteine) aus biologischen Systemen im industriellen Massstab. Ein Teil der Biotechnologie wird als rote oder auch pharmazeutische Biotechnologie bezeichnet. Hierbei werden Medikamente wie z.B. Interleukine, Interferone, Erythropoietin, t-PA (tissue-plasminogen activator) oder monoklonale Antikörper in Prokaryoten und niederen Eukaryoten sowie in tierischen Zellen produziert. Ein Nachteil der Expression von Proteinen in Bakterien oder Hefen ist, dass sie keine oder keine korrekten, posttranslationalen Modifikationen wie Glykosylierungen oder Phosphorylierungen durchführen. Manche Proteine benötigen jedoch das Anhängen von Zuckerseitenketten, um ihre biologische Wirkung zu entfalten. Deshalb werden Säugetierzellen zur Herstellung von rekombinanten Proteinen eingesetzt, die diese, den Menschen annähernd gleichen, posttranslationalen Modifikationen, durchführen. Ein weiteren Grund für den Einsatz von tierischen Zellen zur Proteinherstellung ist, dass sie das Protein biologisch aktiv ins Nährmedium ausschleusen. Das Ziel dieser Arbeit war es, das rekombinante, humane Wachstumshormon aus CHO-Zellen (chinese hamster ovary-Zellen) herzustellen. Bis auf einen Prozess der Firma Ares-Serono Pharma (Schweiz), wo das Protein in der adhärent wachsenden Maustumorzelllinie C127 produziert wird, erfolgt die Herstellung des menschlichen Wachstumsfaktors industriell bis heute in E. coli-Zellen. Diese besitzen eine kürzere Verdopplungszeit als Säugetierzellen, sezernieren den menschlichen Wachstumsfaktor jedoch nur ins Periplasma, wo er in Form von Einschlusskörperchen vorliegt. In kostspieligen und zeitaufwendigen Aufarbeitungsschritten müssen die Zellen nach der Fermentation aufgeschlossen und das Protein de- sowie renaturiert werden. Hierbei entstehen grosse Produktverluste. Als Fermentationsbetriebsweise wurde ein Perfusionsprozess mit einem 2 Liter Bioreaktor gewählt. Es sollte ein Laborprozess etabliert werden, mit dem eine deutlich höhere Produktkonzentration hergestellt werden konnte, als in T-Flaschen, Spinnern, Superspinnern oder Bioreaktorsatzprozessen möglich war. Als Zellrückhaltungsgerät wurde dabei ein Plattensedimenter (englisch: inclined settler) verwendet. Inhaltsverzeichnis:Inhaltsverzeichnis: 1.Einleitung und Zielsetzung1 2.Theoretischer [], PDF, 31.03.2011.

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Inhaltsangabe:Einleitung: Unter Biotechnologie versteht man unter anderem die Herstellung von Lebensmitteln (z.B. Brot, Käse, Bier und Wein) oder Medikamenten (z.B. Antibiotika, rekombinante Proteine) aus biologischen Systemen im industriellen Maßstab. Ein Teil der Biotechnologie wird als rote oder auch pharmazeutische Biotechnologie bezeichnet. Hierbei werden Medikamente wie z.B. Interleukine, Interferone, Erythropoietin, t-PA (tissue-plasminogen activator) oder monoklonale Antikörper in Prokaryoten und niederen Eukaryoten sowie in tierischen Zellen produziert. Ein Nachteil der Expression von Proteinen in Bakterien oder Hefen ist, dass sie keine oder keine korrekten, posttranslationalen Modifikationen wie Glykosylierungen oder Phosphorylierungen durchführen. Manche Proteine benötigen jedoch das Anhängen von Zuckerseitenketten, um ihre biologische Wirkung zu entfalten. Deshalb werden Säugetierzellen zur Herstellung von rekombinanten Proteinen eingesetzt, die diese, den Menschen annähernd gleichen, posttranslationalen Modifikationen, durchführen. Ein weiteren Grund für den Einsatz von tierischen Zellen zur Proteinherstellung ist, dass sie das Protein biologisch aktiv ins Nährmedium ausschleusen. Das Ziel dieser Arbeit war es, das rekombinante, humane Wachstumshormon aus CHO-Zellen (chinese hamster ovary-Zellen) herzustellen. Bis auf einen Prozess der Firma Ares-Serono Pharma (Schweiz), wo das Protein in der adhärent wachsenden Maustumorzelllinie C127 produziert wird, erfolgt die Herstellung des menschlichen Wachstumsfaktors industriell bis heute in E. coli-Zellen. Diese besitzen eine kürzere Verdopplungszeit als Säugetierzellen, sezernieren den menschlichen Wachstumsfaktor jedoch nur ins Periplasma, wo er in Form von Einschlusskörperchen vorliegt. In kostspieligen und zeitaufwendigen Aufarbeitungsschritten müssen die Zellen nach der Fermentation aufgeschlossen und das Protein de- sowie renaturiert werden. Hierbei entstehen große Produktverluste. Als Fermentationsbetriebsweise wurde ein Perfusionsprozess mit einem 2 Liter Bioreaktor gewählt. Es sollte ein Laborprozess etabliert werden, mit dem eine deutlich höhere Produktkonzentration hergestellt werden konnte, als in T-Flaschen, Spinnern, Superspinnern oder Bioreaktorsatzprozessen möglich war. Als Zellrückhaltungsgerät wurde dabei ein Plattensedimenter (englisch: inclined settler) verwendet. Inhaltsverzeichnis:Inhaltsverzeichnis: 1.Einleitung und Zielsetzung1 2.Theoretischer Hintergrund2 2.1Das menschliche Wachstumshormon2 2.2Einsatzgebiete des menschlichen Wachstumshormons5 2.3Allgemeine Grundlagen des Perfusionsprozesses9 2.4Der Plattensedimenter als Zellrückhaltungsgerät10 3.Material und Methoden13 3.1Die Zelllinie13 3.2Die Zellkulturmedien14 3.3Vorgehensweise14 3.4Die Kultivierungsysteme15 3.4.1Die T-Flaschen15 3.4.2Die Spinner15 3.4.3Der Superspinner15 3.4.4Der 2 Liter Satzbioreaktor16 3.4.5Der 2 Liter Perfusionsbioreaktor mit Plattensedimenter17 3.4.5.1Der Aufbau des Perfusionsbioreaktors17 3.4.5.2Kinetiken des Perfusionsprozesses21 3.5Fermentationsanalytik24 3.5.1Bestimmung der Lebendzelldichte und der Viabilität24 3.5.2Bestimmung der Glucose- und Lactatkonzentration25 3.5.3Bestimmung der Ammoniumkonzentration25 3.5.4Bestimmung der externen Aminosäurekonzentration26 3.5.5Bestimmung der Produktkonzentration26 3.6Kryokonservierung27 4.Ergebnisse und Diskussion28 4.1Die Vorversuche in T-Flaschen und Spinnern28 4.2Die Kultivierung im Superspinner28 4.3Die wiederholte Satzkultivierung im 2 Liter Bioreaktor29 4.3.1Wachstum und Produktbildung in der wiederholten Satzkultivierung29 4.3.2Substratverbrauch in der wiederholten Satzkultivierung32 4.3.3Nebenproduktbildung in der wiederholten Satzkultivierung34 4.3.4Aminosäurekonzentrationen und spezifische Aminosäureverbrauchsraten in der wiederholten Satzkultivierung36 4.3.5Diskussion der wiederholten Satzkultivierung38 4.4Die Perfusionskultivierungen39 4.4.1Die erste Perfusionskultivierung39 4.4.1.1Wachstum in der ersten Perfusionskultivierung39 4.4.1.2Produktbildung in der ersten Perfusionskultivierung43 4.4.1.3Zellrückhaltung und Aggregatbildung in der ersten Perfusionskultivierung45 4.4.1.4Substratverbrauch in der ersten Perfusionskultivierung46 4.4.1.5Nebenproduktbildung in der ersten Perfusionskultivierung48 4.4.1.6Aminosäurekonzentrationen sowie spezifische Aminosäureverbrauchsraten in der ersten Perfusionskultivierung50 4.4.1.7Diskussion der ersten.

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